Desenvolvimento de um hidrogel à base de celulose e quitosana contendo óleo essencial de melaleuca no tratamento de onicomicose causada por dermatófitos e leveduras

Autores

  • Thaís Viço de Oliveira Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.
  • Rodrigo César Gomes Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.
  • Filipe Feitosa de Carvalho Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde. https://orcid.org/0009-0004-3857-3274
  • Marcela Pellegrini Peçanha Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.
  • Daniel Komatsu Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde. https://orcid.org/0000-0002-2441-8650
  • Priscila Randazzo-Moura Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde. https://orcid.org/0000-0001-7672-6084

DOI:

https://doi.org/10.23925/1984-4840.2026v28a13

Palavras-chave:

Onicomicose, Hidrogéis, Óleos Voláteis, Melaleuca, Materiais Biocompatíveis

Resumo

Introdução: a onicomicose é uma infecção causada por fungos dermatofíticos e não dermatofíticos, bem como por leveduras, e constitui 50% de todas as doenças das unhas. Atualmente, terapias alternativas inovadoras no tratamento da onicomicose incluem o uso de óleos essenciais como possíveis agentes antifúngicos. Objetivo: desenvolver um hidrogel, obtido pela combinação de hidroxipropilmetilcelulose (HPMC) e quitosana, associado ao óleo essencial de melaleuca (OEM 1%, 2% e 5%), para o tratamento de onicomicose. Método: trata-se de uma pesquisa experimental com caracterização do material por meio das análises de espectroscopia no infravermelho por transformada de Fourier (FTIR), termogravimetria (TG) e calorimetria exploratória diferencial (DSC), além de análise microbiológica com teste de sensibilidade. Resultados: a análise de FTIR mostrou que não houve interação química entre os componentes, o que garante a liberação do OEM para fins de tratamento. A análise de DSC mostrou que o aumento da concentração do OEM reduziu a interação entre o óleo e os componentes do filme, facilitando a vaporização do OEM. Já a análise de TG mostrou que a concentração de OEM não influenciou as propriedades térmicas das amostras. Na análise microbiológica, as concentrações de OEM (2% e 5%) apresentaram atividade antifúngica mais notável contra leveduras. Conclusão: as formulações magistrais à base de celulose com OEM para formação de filmes ungueais são ferramentas promissoras no tratamento de onicomicoses, além de constituírem uma alternativa terapêutica natural, de baixo custo e baixa toxicidade.

Downloads

Não há dados estatísticos.

Métricas

Carregando Métricas ...

Biografia do Autor

Thaís Viço de Oliveira, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Possui graduação em Farmácia pela Universidade Paulista (2008). Tem experiência na área de Farmácia, com ênfase em Farmácia Magistral.Trabalha há 20 anos na Farmácia de Manipulação Phito Fórmulas, atua como responsável de Pesquisa e desenvolvimento de Produtos do segmento e marca registrada. Responsável pelo desenvolvimento técnico da Marca Puhratec - Suplementos Esportivos. Vasta experiência no desenvolvimento interno de cosméticos ( Filtro Solar, Skin Care, Capilar, cosmético oncológico, entre outros) e formas farmacêuticas personalizadas ( gomas, shakes, chocolates, lâmina sublingual, gota sublingual, excipientes de liberação modificada.) Responsável por desenvolvimento de conteúdo cientifico/propaganda e treinamento para equipe de representação médica da empresa. Especialista em Cosmetologia Clinica. Especialista em Nutrição Esportiva. Mestranda em "Biomateriais e Medicina Regenerativa - PUC/SP (Desde agosto-2023). Experiência em implantação de laboratório desde o projeto, regulatório e treinamento de equipes. Atualmente em processo de implantação do laboratório de manipulação injetável.

Rodrigo César Gomes, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Possui graduação em Bacharelado em Química pela Organização Educacional Manchester Paulista (2006). Mestre em Ciência dos Materiais pela Universidade Federal de São Carlos (UFSCar) (2017). Doutor em Biotecnologia e Monitoramento Ambiental pela Universidade Federal de São Carlos (UFSCar) (2022). Possui como principal linha de pesquisa a área de biomateriais, desde sínteses e caracterizações poliméricas para dispositivos biomédicos até manufatura aditiva. Tem experiência na área de Química, com ênfase em Polímeros e Colóides.

Filipe Feitosa de Carvalho, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Possui graduação em Ciências Biológicas pela Pontifícia Universidade Católica de São Paulo (2012).. Mestre em Biomateriais e Medicina Regenerativa pela PUC-SP (2024) Atualmente é técnico de laboratório da Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Tem experiência na área de Biologia Geral, com ênfase em Biologia Geral.

Marcela Pellegrini Peçanha, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Possui graduação em Ciências Biológicas pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (1987), mestrado em Ciências Biológicas (Biologia Vegetal) pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (1993) e doutorado em Ciências Biológicas (Microbiologia Aplicada) pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (2000). Atualmente é professora associada da Pontifícia Universidade Católica de São Paulo (Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde) e professora Adjunta I da Universidade de Sorocaba. Tem experiência na área de Gestão em Educação em Saúde e Microbiologia, com ênfase em Indicadores Microbianos de Contaminação Ambiental, atuando principalmente nos seguintes temas: indicadores microbiológicos, coliformes, bactérias, resistência bacteriana e controle microbiológico. Ex Coordenadora da área de Ensino da Sociedade Brasileira de Microbiologia.

Daniel Komatsu, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Bacharel em Química, com ênfase Tecnológica, pela Universidade de São Paulo (USP) (2006), Mestre em Ciência e Engenharia de Materiais pela Universidade de São Paulo (USP) (2009) e Doutor em Ciências, área de concentração Físico-Química, com ênfase em Polímeros, no Departamento de Química da Universidade Federal de São Carlos (UFSCar) (2013). Atualmente, é professor na Faculdade de Tecnologia de Sorocaba (Fatec) no curso de Tecnologia em Polímeros e, também, pesquisador no laboratório de Biomateriais da PUC-SP, campus Sorocaba.

Priscila Randazzo-Moura, Pontifícia Universidade Católica de São Paulo. Faculdade de Ciências Médicas e da Saúde.

Possui graduação em Farmácia e Bioquímica pela UNISO (2002), Mestrado em Farmacologia pela UNICAMP (2004), Doutorado em Farmacologia pela UNICAMP (2008), Pós-Doutorado em Farmacologia pela UNICAMP (2017) e Especialização em Farmácia Estética pelo IPESSP (2022). Docente e Pesquisadora na PUC-SP (Campus Sorocaba) desde 2006 nos cursos de graduação e pós-graduação em Medicina e Enfermagem. Docente permanente do Programa de Pós-Graduação Mestrado em "Biomateriais e Medicina Regenerativa" da PUC-SP (desde 2021), atuando principalmente na linha de pesquisa "Liberação Modificada de Fármacos". CEO da empresa Clínica OlliÀ Saúde Estética (desde setembro/2024).

Referências

1. Nogueiras-Nieto L, Delgado-Charro MB, Otero-Espinar FJ. Thermogelling hydrogels of ciclodextrin/poloxamer polypseudorotaxane as aqueous-based nail lacquers, application to the delivery of triamcinolone acetonide and ciclopirox olamine. Eur J Pharm Biopharm. 2013;83(3):370-7. doi: 10.1016/j.ejpb.2012.11.004

2. Araújo JG, Souza MAJ, Bastos OM, Oliveira JC. Onychomycosis caused by emergent fungi: clinical analysis, diagnosis and revision. An Bras Dermatol. 2003;78:445-55.

3. Lacaz CS, Porto E, Martins JEC, Vaccari EMH, Melo NT. Tratado de micologia médica Lacaz. 9ª ed. São Paulo: Sarvier; 2002.

4. Saner MV, Kulkarni AD, Pardeshi CV. Insights into drug delivery across the nail plate barrier. J Drug Target. 2014;22(9):769-89. doi: 10.3109/1061186X.2014.929138.

5. Gupta AK, Paquet M, Simpson FC. Therapies for the treatment of onychomycosis. Clin Dermatol. 2013;31:544–54. doi: 10.1016/j.clindermatol.2013.06.011.

6. Zaias N. Onychomycosis. Arch Dermatol. 1972;105:263-74.

7. Rajendra VB, Baro A, Kumari A, Dhamecha DL, Lanoti SR, Shelke SD., Trasnungual drug delivery: an overview. J Appleid Pharm Sci. 2012;02(01):203-9.

8. Wilkinson JM, Cavanagh HM. Antibacterial activity of essential oils from Australian native plants. Phytother Res. 2005;19(7):643-6. doi: 10.1002/ptr.1716.

9. Kwieciński J, Eick S, Wójcik K. Effects of tea tree (Melaleuca alternifolia) oil on Staphylococcus aureus in biofilms and stationary growth phase. Int J Antimicrob Agents. 2009;33(4):343-7. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2008.08.028.

10. Traboulsi RS, Mukherjee PK, Ghannoum MA. In vitro activity of inexpensive topical alternatives against Candida spp. isolated from the oral cavity of HIV-infected patients. Int J Antimicrob Agents. 2008;31(3):272-6. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2007.11.008.

11. Oliva B, Piccirilli E, Ceddia T, Pontieri E, Aureli P, Ferrini AM. Antimycotic activity of Melaleuca alternifolia essential oil and its major components. Lett Appl Microbiol. 2003;37(2):185-7. doi: 10.1046/j.1472-765x.2003.01375.x.

12. Flores FC, Lima JA, Ribeiro RF, Alves SH, Rolim CM, Beck RC, et al. Antifungal activity of nanocapsule suspensions containing tea tree oil on the growth of Trichophyton rubrum. Mycopathologia. 2013;175(3-4):281-6. doi: 10.1007/s11046-013-9622-7.

13. Carson CF, Hammer KA, Riley TV. Melaleuca alternifolia (Tea Tree) oil: a review of antimicrobial and other medicinal properties. Clin Microbiol Rev. 2006;19(1):50-62. doi: 10.1128/CMR.19.1.50-62.2006.

14. Simões CMO, Spitzer V. Óleos voláteis. In: Simões CMO, Schenkel EP,Gosmann G, Mello JCP, Mentz LA, Petrovick PR. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5ª ed. Porto Alegre: UFRGS; 2004. p. 467-95.

15. Garcia CC. Desenvolvimento e avaliação da estabilidade físico-química de formulações de sabonete líquido íntimo acrescidas de óleo de Melaleuca. Rev Bras Farm. 2009;90(3):236-40.

16. El Fawal G, Hong H, Song X, Wu J, Sun M, He C, et al. Fabrication of antimicrobial films based on hydroxyethylcellulose and ZnO for food packaging application. Food Pack Shelf Life. 2020;23:100462. doi: 10.1016/j.fpsl.2020.100462.

17. Ding C, Zhang M, Li G. Preparation and characterization of collagen/hydroxypropyl methylcellulose (HPMC) blend film. Carbohydrate Polymers. 2015;119:194-201. doi: 10.1016/j.carbpol.2014.11.057

18. Martinez-Camacho AP, Cota O, Moreno FA, Cortez-Rocha MO, Castilho-Ortega MM, Castilho-Yanez FJ, et al. Chemical and biological properties of chitosan from shrimp waste: obtention and physical characterization, fungistatic and insect repellent activities. In: Proceedings of the 58th annual meeting of the Pacific fisheries technologist Hermosillo, Sonora, Mexico, February 18-21, 2007.

19. Hao J, Smith KA, Li SK. Time-dependent electrical properties of human nail upon hydration in vivo. J Pharm Sci. 2010;99(1):107-18. doi: 10.1002/jps.21800.

20. Roberts GAF. Chitin chemistry. London: Macmillan; 1992.

21. Duarte Junior AP. Caracterização térmica de nanopartículas de quitosana. In: VII Congresso Brasileiro de Análise Térmica e calorimetria 25 a 28 de Abril de 2010 – São Pedro – SP – Brasil [Internet]. [acesso em 3 mar 2025]. Disponível em: https://www.researchgate.net/publication/

267947951_CARACTERIZACAO_TERMICA_DE_NANOPARTICULAS_DE_QUITOSANA.

22. Cortez IC, Cunha RS, Prudencio ER, Luchese RH, Fernandes LD, Oliveira RN. Hidrogéis carregados com óleo essencial de melaleuca: caracterização microestrutural e in vitro. Rev Iberoam Polímeros. 2021;22(3):113-22.

23. International Organisation for Standardisation. ISO 4730:2004. Oil of Melaleuca, terpinen-4-ol type (tea tree oil) [Internet]. Geneva: International Organisation for Standardisation; 2004 [acesso em 3 mar. 2025]. Dísponivel em http://www.iso.org/iso/iso_catalogue/catalogue_tc/catalogue_detail.htm?csnumber=37033.

24. Jianping Wu, Meng-Jiy Wang, John P.W. Stark. Evaluation of band structure and concentration of ionic liquid BMImBF4 in molecular mixtures by using second derivatives of FTIR spectra. J Quant Spectroscopy Radiat Transfer. 2006;102(2):228-35.

25. Tunney JJ, Detellier C. Preparation and characterization of two distinct ethylene glycol derivatives of kaolinite. Clays Clay Minerals. 1994;42(5):552–60. doi:10.1346/CCMN.1994.0420506.

26. Damian C, Beirão LH, Francisco A, Santo MLPE, Teixeira E. Quitosana: um amino polissacarídio com carcaterísticas funcionais. Alim Nutr. 2005;16(2):195-205.

27. Confederat LG, Tuchilus CG, Dragan M, Sha’at M, Dragostin OM. Preparation and antimicrobial activity of chitosan and its derivatives: a concise review. Molecules. 2021;26(12):3694. doi:10.3390/molecules26123694.

28. Amalraj A, Haponiuk JT, Thomas S, Gopi S. Preparation, characterization and antimicrobial activity of polyvinyl alcohol/gum arabic/chitosan composite films incorporated with black pepper essential oil and ginger essential oil. Int J Biol Macromolecules. 2020;151:366-75. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.02.176.

29. Barzegar S, Zare MR, Shojaei F, Zareshahrabadi Z, Koohi-Hosseinabadi O, Saharkhiz MJ, et al. Coreshell chitosan/PVA-based nanofibrous scaffolds loaded with Satureja mutica or Oliveria decumbens essential oils as enhanced antimicrobial wound dressing. Int J Pharmaceutics. 2021;597:120288. doi: 10.1016/j.ijpharm.2021.120288.

30. Matica MA, Aachmann FL, Tøndervik A, Sletta H, Ostafe V. Chitosan as a wound dressing starting material: Antimicrobial properties and mode of action. Int J Molecular Sci. 2019;20(23):5889. doi: 10.3390/ijms20235889.

31. Rodríguez-Vázquez M, Vega-Ruiz B, Ramos-Zúñiga R, Saldaña-Koppel DA, Quiñones-Olvera LF. Chitosan and its potential use as a scaffold for tissue engineering in regenerative medicine. Biomed Res Int. 2015;2015:821279. doi: 10.1155/2015/821279.

32. Flores FC. Sistemas nanoestruturados contendo óleo essencial de Malaleuca alternifólia: desenvolvimento de formulações e atividade biológica [dissertação]. Santa Maria: Universidade Federal de Santa Maria; 2011.

33. Silva LL, Almeida R, Vericimo MA, Macedo HW. Atividade terapêutica do óleo essencial de melaleuca ( melaleuca alternifólia): uma revisão de literatura. Braz J Health Rev. 2019;2(6):6011-21. doi: 10.34119/bjhrv2n6-094.

34. Abdelhamid D. Gomaa AHA, Mohammed GF, Eyada M. Evaluation of the therapeutic efficacy of tea tree oil in treatment of onychomycosis. J Pharmacognosy Phytochem Res. 2018;9(12). doi: 10 25258/phyto.v9i1211184.

35. Nepomoceno TAR, Pietrobon AJ. Melaleuca alternifolia: a systematic review of Brazilian literature. UNINGÁ Rev. [Internet]. 2020 [acesso em 10 mar 2025];35:eRUR3409. Disponível em: https://revista.uninga.br/uningareviews/article/view/3409.

36. Yu D. Antifungal modes of action of tea tree oil and its two characteristic components against Botrytis cinerea. J Appl Microbiol. 2015;119:1253-62. doi: 10.1111/jam.12939.

37. Juliano C, Demurtas C, Piu L. In vitro study on the anticandidal activity of Melaleuca alternifolia (tea tree) essential oil combined with chitosan. Flavour Fragr J. 2008;23(4):227-31. doi: 10.1002/ffj.1871.

38. Flores FC, Lima JA, Ribeiro RF, Alves SH, Rolim CMB, Beck RCR et al. Antifungal activity of nanocapsule suspensions containing tea tree oil on the growth of trichophyton rubrum. Mycopathologia. 2013;175(3-4):281-6. doi: 10.1007/s11046-013-9622-7.

39. Martinez-Rossi NM, Peres NTA, Rossi A. Antifungal resistance mechanisms in dermatophytes. Mycopathology. 2008;166:369–83. doi: 10.1007/s11046-008-9110-7.

40. Felipe LO. Lactoferrin, chitosan and Melaleuca alternifolia-natural pro-ducts that show promise in candidiasis treatment. Braz J Microbiol. 2018;49(2):212-9. doi: 10.1016/j.bjm.2017.05.008.

41. Miron D, Battisti F, Silva FK, Lana AD, Pippi B, Casanova B et al. Antifungal activity and mechanism of action of monoterpenes against dermatophytes and yeasts. Rev bras farmacogn. 2014;24(6):660-7. doi: 10.1016/j.bjp.2014.10.014.

42. Fotos P, Vincent S, Hellstein J. Oral candidosis: clinical, historical, and therapeutic features of 100 cases. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1992:74:41-9. doi: 10.1016/0030-4220(92)90213-A.

43. Holt RJ, Azmi A. Miconazole-resistant Candida. Lancet. 1978;1(8054):50-1. doi: 10.1016/s0140-6736(78)90403-8.

44. Odds FC, Brown AJ, Gow NA. Antifungal agents: mechanisms of ac-tion. Trends Microbiol. 2003;11:272-9. doi: 10.1016/S0966-842X(03)00117-3

45. Laurent A, Monod M. Production of Trichophyton rubrum microspores in large quantities and its application to evaluate amorolfine/azole compound interactions in vitro. Mycoses. 2017;60(9):581-6. doi: 10.1111/myc.12632.

Downloads

Publicado

2026-05-08

Como Citar

Oliveira, T. V. de, Gomes, R. C., Carvalho, F. F. de, Peçanha, M. P., Komatsu, D., & Randazzo-Moura, P. (2026). Desenvolvimento de um hidrogel à base de celulose e quitosana contendo óleo essencial de melaleuca no tratamento de onicomicose causada por dermatófitos e leveduras . Revista Da Faculdade De Ciências Médicas De Sorocaba, 28(Fluxo contínuo), e71738. https://doi.org/10.23925/1984-4840.2026v28a13

Edição

v. 28 n. Fluxo contínuo (2026)

Seção

Artigo Original

Categorias

Licença

Copyright (c) 2026 Revista da Faculdade de Ciências Médicas de Sorocaba

Creative Commons License

Este trabalho está licenciado sob uma licença Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.

Os autores no momento da submissão transferem os direitos autorais, assim, os manuscritos publicados passam a ser propriedade da revista.

O conteúdo do periódico está licenciado sob uma Licença Creative Commons 4.0, esta licença permite o livre acesso imediato ao trabalho e que qualquer usuário leia, baixe, copie, distribua, imprima, pesquise ou vincule aos textos completos dos artigos, rastreando-os para indexação, passá-los como dados para o software, ou usá-los para qualquer outra finalidade legal.